Silagem e plantas tóxicas: o que o produtor precisa saber para proteger o rebanho

Algumas das principais plantas, como o sorgo, mandioca brava, trevos, alfafa, aveia e azevém, utilizadas na produção de volumosos, possuem fatores antinutricionais e tóxicos para as silagens. Assim, entender quais as plantas oferecem riscos e em que grau, é fundamental para assegurar a saúde do rebanho. 

Figura 1 – Trevo-branco (Trifolium repens L.).  Fonte: Naji Artigas Samaha (2026) / Arquivo pessoal.

O ácido cianídrico (HCN), presente em plantas como sorgo e mandioca-brava, tem origem nos cianoglicosídeos e representa um risco potencial em silagens de sorgo, capim-Sudão e maniçoba. O HCN inibe a cadeia respiratória mitocondrial, comprometendo a utilização celular do oxigênio e causando hipóxia tissular. Em intoxicações graves, pode ocorrer morte rápida dos animais. Entretanto, o HCN é um composto volátil e, durante a fermentação anaeróbica, parte dele pode ser liberada e escapar da massa ensilada. Estudos demonstraram redução de aproximadamente 60 a 65% no teor de HCN após 29 dias de fermentação.

O emurchecimento da planta antes da ensilagem também pode contribuir para a redução do teor de HCN, com reduções relatadas de aproximadamente 70 a 80% (Mello et al., 2003; Soares, 2011; Silva et al., 2024). Plantas de sorgo com menos de 60 cm de altura podem apresentar concentrações elevadas de HCN; portanto, não se recomenda a ensilagem de sorgo muito jovem sem manejo adequado. Plantas cultivadas com excesso de adubação nitrogenada ou submetidas a estresse hídrico podem acumular nitratos em quantidades perigosas, sendo o sorgo, aveia e azevém alguns exemplos. Quando o animal ingere a planta e os nitratos são convertidos a nitritos no rúmen, ocorre meta-hemoglobinemia, ou seja,  o sangue perde a capacidade de transportar oxigênio, podendo levar a abortos e até mesmo o óbito do animal. 

A ensilagem auxilia na redução do teor de nitrato uma vez que as bactérias heterofermentativas convertem o nitrato a nitrogênio gasoso e amônia durante a fermentação. Com 21 dias de fermentação, observa-se uma redução de 50% (Demarchi et al., 1995). 

Outra possibilidade é a fabricação de feno a partir de gramíneas forrageiras (como aveia, azevém, sorgo, milheto ou cultivares de Cynodon) que passaram por condição de estresse e alta adubação nitrogenada. Nestes casos, ocorre redução semelhante nos teores do composto por volatilização. Contudo, é necessário efetuar o corte alto (30 a 45 cm do solo), reduzindo as concentrações finais de nitrato, uma vez que a base do colmo concentra as maiores quantidades do elemento. Além disso, deve-se avaliar a forragem antes de ensilar ou fenar sempre que houver suspeita de acúmulo (seca recente ou adubação pesada), adotando-se o limite seguro abaixo de 1000 ppm de NO3- na matéria seca (MS).

Figura 2 – Pastagem de azevém (Lolium multiflorum Lam.).  Fonte: Naji Artigas Samaha (2026) / Arquivo pessoal.

A planta de sorgo ainda possui um alto teor de tanino nos grãos, um mecanismo de defesa responsável por proteger as plantas de ataques de pássaros, o que infelizmente compromete o valor nutricional para o animal. Os taninos se ligam às proteínas, reduzindo a digestibilidade e o consumo voluntário da silagem. 

A fermentação por si só reduz apenas cerca de 20% dos taninos presentes no sorgo, diminuição insuficiente para neutralizar genótipos de alto teor. O tratamento químico com hidróxido de sódio (NaOH, de 1 a 2% na MS) promove a degradação e a inativação dos taninos (60 a 80%), e, quando associado à reconstituição de grãos secos (reidratação seguida de armazenamento anaeróbico), a taxa de inativação desses compostos pode atingir até 97% (Garcia et al., 2003; Pimentel et al., 2009; Gonçalves, 2010).

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Apesar da elevada eficácia na eliminação do fator antinutricional, o uso do NaOH apresenta limitações operacionais expressivas. Por se tratar de uma base forte, o produto possui elevado poder tampão, o que eleva o pH inicial da massa ensilada e dificulta o declínio rápido do pH, alterando o perfil fermentativo e demandando maior acúmulo de ácidos orgânicos para a estabilização da silagem. Adicionalmente, exige cuidados rigorosos quanto à segurança do operador e à corrosão de maquinários, além de aumentar o aporte de sódio na dieta animal. Dessa forma, a inclusão do tratamento alcalino no ensilamento de sorgo tanífero deve ser avaliada ponderando-se os ganhos nutricionais frente à viabilidade prática da propriedade.

No entanto,  o princípio tóxico de maior preocupação no campo são os alcaloides pirrolizidínicos, para quem produz silagem de gramíneas em pastagens invadidas por Senecio brasiliensis (maria-mole) ou Crotalária spp. (guizo de cascavel), pela contaminação ocorrer de forma acidental no momento da colheita. 

Figura 3 – Exemplo de maria-mole (Senecio brasiliensis (Spreng.) Less.)  Fonte: Naji Artigas Samaha (2026) / Arquivo pessoal.

Esses alcaloides são altamente resistentes ao processamento, pois apesar da ensilagem reduzir as concentrações de 30 a 50%, sempre haverá quantidades residuais remanescentes. O agravante, neste caso, é que a toxicidade é cumulativa e crônica, ou seja, pequenas doses ao longo do tempo irão causar fibrose e cirrose hepática, veno-oclusão e óbito, sem que o produtor perceba o início do processo  (Tosi et al., 1999; Riet-Correa et al., 2007). Para evitar, a principal forma de controle é agronômica, sempre inspecionar e limpar a área antes do corte.

As micotoxinas também podem ser um problema na silagem, principalmente em silagem de milho e sorgo com Fusarium e Aspergilus, uma vez que a ensilagem bem conduzida previne a proliferação fúngica, mas não destrói toxinas que já se formaram no campo ou durante o processo, além disto, uma silagem deteriorada pode concentrar micotoxinas piorando o quadro (Döll e Dänicke, 2011; MilkPoint, 2017). 

A zearalenona (ZEA) compromete a reprodução das vacas, o deoxinivalenol (DON) reduz o consumo e a imunidade, e as aflatoxinas afetam o fígado e passam para o leite (aflatoxina M1). Os adsorventes (argila bentonita, parede celular de levedura) reduzem a biodisponibilidade das toxinas no trato digestivo, sendo a alternativa mais prática quando a contaminação já ocorreu. O principal é o manejo colheita da planta na MS correta, agilidade no processo, compactação correta e vedação bem-feita. 

Fitoestrógenos como as isoflavonas e cumestrol, presentes no trevo branco e na alfafa, atuam mimetizando o estrógeno no organismo animal. Vacas expostas por períodos prolongados estes compostos apresentam anestro, falso cio, queda na taxa de concepção e outros problemas reprodutivos, muitas vezes diagnosticados erroneamente. 

A fermentação lática promove biotransformação microbiana parcial das isoflavonas, com redução estimada de 20 a 50%. Para o feno, a eficácia é semelhante, e o efeito depende muito do teor inicial da planta e do tempo de exposição do rebanho (Cheeke, 1998; Soto-Blanco e Górniak, 2011). A recomendação prática é evitar oferta ininterrupta de silagem de leguminosas com alto teor de fitoestrógenos para fêmeas em fase reprodutiva, fazendo rotação de fontes de volumoso. 

Oxalatos solúveis também são compostos presentes em gramíneas como a setária e o capim Napier, que se colhidos jovens podem ter altas concentrações de oxalatos, suficientes para acarretar casos de hipocalcemia aguda, urolitíase e insuficiência renal. A ensilagem reduz pouco estes compostos, menos de 30 % de acordo com a literatura (Cheeke, 1998; Costa et al., 2001; Nussio et al., 2001). O manejo mais eficiente seria a adaptação gradual do rebanho. Ruminantes que passam por um período de adaptação desenvolvem microbiota ruminal capaz de degradar oxalatos com eficiência. Suplementação de cálcio na dieta também compete com a absorção do oxalato. Desta forma, como plantas jovens têm altos níveis, recomenda-se a espera do corte no ponto correto. 

Em resumo, a ensilagem pode contribuir para a redução ou transformação de alguns compostos tóxicos, mas seu principal objetivo é a conservação da forragem. Por isso, o controle da qualidade e da segurança do alimento deve começar muito antes do corte, desde a escolha da área e da forragem até o manejo da pastagem.

Figura 4 – Silagem de milho (Zea mays L.).  Fonte: Aline Silva Oliveira (2026) / Arquivo pessoal.

Fontes consultadas

DEMARCHI, J.J.A.A.; BOIN, C.; BRAUN, G. A cultura do sorgo (Sorghum bicolor L. Moench) para a produção de silagens de alta qualidade. Zootecnia, v. 33, n.3, p.111-136, 1995.

CHEEKE, P. R. Natural toxicants in feeds, forages, and poisonous plants. 2. ed. Danville: Interstate Publishers, 1998. 479 p.

COSTA, N. A.; TEIXEIRA, A. S.; OLIVEIRA, A. I. G. Fatores antinutricionais em alimentos para ruminantes. Ciência Animal Brasileira, v. 2, n. 1, p. 1–12, 2001.

DÖLL, S.; DÄNICKE, S. The Fusarium toxins deoxynivalenol (DON) and zearalenone (ZON) in animal feeding. Preventive Veterinary Medicine, v. 102, n. 2, p. 132–145, 2011.

GONÇALVES, L. C. Utilização de silagem de sorgo. In: Congresso Nacional de Milho e Sorgo, 28., 2010, Goiânia. Anais... Goiânia: ABMS, 2010.

McDONALD, P.; HENDERSON, A. R.; HERON, S. J. E. The biochemistry of silage. 2. ed. Marlow: Chalcombe Publications, 1991. 340 p.

MELLO, M. H. S. H. et al. Cianoglicosídeos em plantas forrageiras: riscos e métodos de detoxificação. Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia, v. 55, n. 4, p. 413–420, 2003.

MILKPOINT. Micotoxinas: o perigo invisível. 2017. Disponível em: https://www.milkpoint.com.br. Acesso em: jun. 2026.

NUSSIO, L. G.; CAMPOS, F. P.; LIMA, M. L. M. (Ed.). Silagem de gramíneas tropicais. Piracicaba: FEALQ, 2001. 93 p.

PIMENTEL, P. G. et al. Características fermentativas e composição química de silagens de sorgo com diferentes teores de tanino e umidade. Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia, v. 61, n. 3, p. 702–709, 2009.

RIET-CORREA, F. et al. (Ed.). Doenças de ruminantes e equídeos. 3. ed. Santa Maria: Pallotti, 2007. v. 2, 694 p.

SILVA, P. H. F. da; NEVES, R. da S.; MEDEIROS, G. R. de; COSTA, J. H. S.; RIBEIRO, N. L.; CARVALHO, C. B. de M.; CAVALCANTE, I. T. R.; SANTOS, S. G. C. G. dos. Increasing levels of cornmeal improve chemical and fermentation parameters of maniçoba silage. Ciência Animal Brasileira, v. 25, e-75861E, 2024. DOI: https://doi.org/10.1590/1809-6891v25e-75861E.

GARCIA, F. S. A.; RABELLO, C. B. V.; DUTRA JÚNIOR, W. M.; LUDKE, M. do C. M. M.; COSTA, F. G. P.; LUDKE, J. V. Avaliação nutricional da silagem de grãos úmidos de sorgo de alto ou baixo teor de tanino para frangos de corte. Revista Brasileira de Zootecnia, v. 32, n. 6, p. 1625-1633, 2003. DOI: https://doi.org/10.1590/S1516-35982003000700011.

SOARES, A. B. Ensilagem da maniçoba: redução do HCN após 29 dias de fermentação. In: SciELO ISCIII, 2011.

SOTO-BLANCO, B.; GÓRNIAK, S. L. Plantas tóxicas de interesse pecuário. Acta Scientiae Veterinariae, v. 39, supl. 1, p. s75–s84, 2011.

TOSI, P. et al. Efeito da ensilagem sobre alcaloides pirrolizidínicos de Senecio brasiliensis. Pesquisa Veterinária Brasileira, v. 19, n. 2, p. 65–69, 1999.